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Apr 25, 2024

Wissenschaftliche Berichte Band 13, Artikelnummer: 1644 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Details zu den Metriken

Die Erforschung neuartiger implantierbarer medizinischer Geräte ist einer der attraktivsten und zugleich komplexesten Bereiche im biomedizinischen Bereich. Das Design und die Entwicklung von ausreichend kleinen Geräten, die in einer In-vivo-Umgebung funktionieren, ist eine Herausforderung, aber die erfolgreiche Kapselung solcher Geräte ist eine noch größere Herausforderung. Industriestandardmethoden mit Glas und Titan sind zu teuer und langwierig, und Epoxid- oder Silikonverkapselungen sind anfällig für das Eindringen von Wasser, wobei Kabeldurchführungen die häufigste Fehlerquelle darstellen. In diesem Artikel wird eine universelle und unkomplizierte Methode zur zuverlässigen Verkapselung von Leiterplatten beschrieben, die die ISO10993-Konformität erreicht. Eine zweiteilige PVDF-Form wurde mit einem herkömmlichen 3-Achsen-Bearbeitungszentrum bearbeitet. Anschließend wurde die Leiterplatte mit hermetischer Durchführung in die Form gelegt und Epoxidharz unter Druck in die Form eingespritzt, um den Hohlraum zu füllen. Schließlich wurde die Biokompatibilität durch eine inerte P3HT-Polymerbeschichtung, die leicht zu einer Tinte formuliert werden kann, weiter verbessert. Die Biokompatibilität der Verkapselungsmittel wurde gemäß ISO10993 bewertet. Die Haltbarkeit der vorgestellten Lösung im Vergleich zu Silikonverguss und Epoxidverguss wurde durch Eintauchen in phosphatgepufferte Salzlösung bei 37 °C beurteilt. Die vorgeschlagene Methode zeigte bessere Ergebnisse als PDMS und einfaches Epoxidvergießen.

In den letzten Jahren konzentrierte sich ein erheblicher Teil der Forschung im biomedizinischen Bereich auf die Entwicklung und den Prototypenbau implantierbarer medizinischer Geräte, vor allem Biosensoren und Aktoren (z. B. Neurostimulatoren). In kommerziell erhältlichen implantierbaren Geräten werden aufgrund ihrer extrem geringen Wasserdurchlässigkeit und Biokompatibilität am häufigsten Glas und Titan für die Einkapselung verwendet1. Allerdings ist die Herstellung dieser hermetischen Gehäuse langwierig und teuer2, insbesondere bei kleinen Prototypenserien für Forschungszwecke.

Ein hermetisches (oder nahezu hermetisches) und biokompatibles Material, das das Gerät umschließt, löst jedoch nur die Hälfte des Problems. Mit wenigen Ausnahmen benötigen alle implantierbaren medizinischen Geräte Kabeldurchführungen, um die Sensorelemente mit dem umliegenden Gewebe in Kontakt zu bringen oder elektrische Stimulationssignale zu liefern. Das größte Problem ist die Isolierung der Elektronik von der äußeren Umgebung. Einfache Konstruktionen, bei denen das Gerät mit Kabeln ohne jeglichen Schutz gegen das Eindringen von Flüssigkeiten gekapselt ist, sind anfällig dafür, dass die Elektronik Flüssigkeiten ausgesetzt wird. Dies kann durch sorgfältige Designentscheidungen und FEM-Simulationen begrenzt werden, die Fehlerarten wie Brüche und Delaminierung erkennen können3.

Ein Rezensionsartikel von. Ahn et al.2 bietet einen Überblick über verschiedene Prozesse und Materialien, die zur Herstellung von Medizinprodukten verwendet werden oder verwendet werden könnten. Die anorganischen Materialien (wie Al2O3, SiO2) basieren hauptsächlich auf ALD – „Atomlagenabscheidung“ und/oder CVD – „chemische Gasphasenabscheidung“ –, die teuer und nicht allgemein verfügbar sind, insbesondere für Prototypen im kleinen Maßstab oder sogar einmalige Prototypen . Langzeittests zeigten, dass eine dünne PDMS-Beschichtung4 ohne die sogenannte PDMS-Verstemmung, die durch die Parylene-CVD-Beschichtung durchgeführt wurde, keinen ausreichenden Schutz vor Feuchtigkeit bietet. Zu den anderen Polymeren, die auf biokompatible Verkapselung getestet wurden, gehört Polyimid (zu dessen Erreichen eine Temperatur von 400 °C erforderlich ist). eine erfolgreiche Verbindung, die die Anwendungen auf bloße integrierte Schaltkreise beschränkt) und LCP-Verkapselung (Flüssigkristallpolymer), die eine thermische Verbindung einschließlich der Anwendung von Druck erfordert. PDMS wird normalerweise auf zwei Arten aufgetragen – durch Schleuderbeschichtung für dünne Schichten und durch Vergießen für dicke Schichten.

Ein Großteil der aktuellen Forschung zu implantierbaren Geräten greift auf einfaches PDMS-Vergießen, direktes Sprühen oder Bürstenbeschichten5,6,7 vollständig montierter Geräte zurück. Dies ist zwar die einfachste Methode, die auch für eine weiche, nicht traumatisierende Oberfläche des Implantats sorgt, hat jedoch den Nachteil einer sehr hohen Wasserdurchlässigkeit, die etwa zwei Größenordnungen höher ist als bei Epoxidharzen8. Außerdem ist die Herstellung abgedichteter Durchführungen in Silikon aufgrund der sehr geringen Oberflächenenergie und damit der Haftung an anderen Materialien eine große Herausforderung9. Auch mechanische Belastungen der flexiblen Durchführung können zu einem vorzeitigen Ausfall führen, insbesondere bei der Verwendung von Polymeren, die möglicherweise eine geringe Oberflächenenergie aufweisen. Wenn eine bruchsichere Verbindung zu Glas/Metall/Polymer gewünscht ist, müssen in der Regel spezielle Klebstoffe oder Primer verwendet werden. Dadurch werden jedoch Chemikalien eingeführt, die die Biokompatibilität des Geräts beeinträchtigen könnten. Die Kombination aus hoher Wasserdampfdurchlässigkeit und geringer Haftung an Substraten führt zur Bildung von Luftblasen auf der Oberfläche der gekapselten Elektronik, wo Wasser kondensieren und anschließend einen vorzeitigen Ausfall verursachen kann7,10. In digitalen elektronischen Schaltkreisen kann die inhärente Immunität digitaler Kommunikationsbusse gegenüber Leckströmen den Betrieb mit etwas Flüssigkeit auf der Platine ermöglichen, auch wenn dadurch die Lebensdauer des Geräts aufgrund von Korrosion verkürzt wird. Allerdings können empfindliche analoge Schaltkreise mit hochohmigen Eingängen durch einen kleinen Leckstrom stark beeinträchtigt werden. Etwaige Leckströme führen auch direkt zu einem höheren Stromverbrauch und damit zu einer kürzeren Batterielebensdauer. Auch Ausfälle aufgrund von Korrosion der Leiterplatte oder Komponenten kommen häufig vor7. Einige Forschungsarbeiten verwenden auch eine Glasfläschchenverpackung mit anschließendem Epoxidharzverguss der Öffnung11, was die Form des Geräts einschränkt.

Es gibt auch frühere Untersuchungen, die die erfolgreiche Herstellung eines hermetisch versiegelten implantierbaren Geräts im Labor beschreiben, die Kapselung jedoch häufig als sehr mühsam bezeichnen, insbesondere bei der Herstellung hermetischer Drahtdurchführungen9,12. Die Verwendung von PDMS zur Verkapselung kann Forscher dazu zwingen, übermäßig dicke Verkapselungsschichten und Drahtdurchführungslängen (mindestens einige Millimeter) bereitzustellen, um einen ausreichenden Schutz zu erreichen. Eine einfachere und prototypfreundlichere Methode für eine zuverlässige Kleinserienfertigung, die Verkapselungsdicken von 0,5 mm oder weniger ermöglichen würde, könnte die weitere Entwicklung auf diesem Gebiet fördern und die Herstellung kleinerer Implantate oder die Nutzung des zusätzlichen Platzes zur Erhöhung der Batteriekapazität und/oder zur Erweiterung ermöglichen Funktionalität. Einfaches Vergießen mit einer Petrischale oder einer einfachen einteiligen Form wurde ebenfalls verwendet13 und hinsichtlich der Funktionalität erfolgreich validiert. Eine solche Formtechnik erzeugt jedoch eine scharfe Kante an der Oberseite des Geräts und zwingt das Design außerdem dazu, eine flache Oberseite zu haben für einige Anwendungen unerwünscht. Ein glattes und gebogenes Design des gekapselten Geräts ohne traumatisierende (dh scharfe) Kanten kann die Abstoßung von Fremdkörpern durch das Weichgewebe erheblich reduzieren2,14. Einige Quellen erwähnen, dass das Epoxidharz manuell auf die Oberfläche des Elektronikgehäuses aufgetragen wird, ohne dass die endgültige Form des Geräts und das Design der Durchführungen kontrolliert werden15. Für Neurostimulationsimplantate wurde über die Verwendung einer PTFE-Form zum Vergießen mit Epoxidharz berichtet, die Form des geformten Geräts war jedoch auf einen Ring mit scharfen Kanten beschränkt16.

Bei der vorgestellten Methode, die sowohl prototypfreundlich als auch für Halbserien geeignet ist, wird die Leiterplatte mit Hilfe einer kleinen CNC-gefrästen Spritzgussform aus Polyvinylidenfluorid (PVDF) in ein ISO10993-konformes Epoxidharz eingekapselt. Die Verwendung einer Spritzgussform ermöglicht im Gegensatz zu Methoden, die nur auf einer Beschichtung oder einem einfachen Verguss basieren, volle Formfreiheit. Das Vorhandensein scharfer Ecken aufgrund elektronischer Komponenten kann die Ablehnungsrate des implantierbaren Geräts erhöhen. Bei der vorgestellten Methode kann die Biokompatibilität dann weiter verbessert werden, indem eine dünne Schicht aus biokompatiblem P3HT – Poly(3-hexylthiophen-2,5-diyl) – Polymer bereitgestellt wird, das in einer Tinte formuliert und durch Tauchbeschichtung auf die Oberfläche aufgetragen wird Epoxidharz. Dieses Material wurde aufgrund seiner Fähigkeit verwendet, seine Adhäsionseigenschaften an der Zelloberfläche durch weitere Oberflächenmodifikationen anzupassen17. Der direkte Kapillarweg für das Eindringen von Flüssigkeit in die Elektronik wird durch eine hermetische Miniatur-Glas-Kovar-Kompressionsdurchführung unterbrochen, die direkt in das gekapselte Gerät eingegossen ist. Manchmal wird die Biokompatibilität des implantierbaren Geräts aufgrund der verwendeten Materialien und seiner Zertifizierungen angenommen. Diese Annahme kann zu Problemen führen, da die Biokompatibilität durch jeden Prozess oder Kontakt mit einer Verunreinigung beeinträchtigt werden kann, beginnend mit unsachgemäßem Mischen des mehrteiligen Epoxidharzes/PDMS, einem falschen Aushärtungsschema, das zu einer hohen Konzentration an nicht umgesetzten Monomeren/Oligomeren führt, bis hin zur maschinellen Bearbeitung von die Form mit kontaminierten Werkzeugen und/oder Kühlmittel, Verwendung von ungeeignetem Kühlmittel, Hemmung der Aushärtung durch Inkompatibilität zwischen Epoxidharz/PDMS und dem eingekapselten Gerät usw. Viele aktuelle Forschungsarbeiten bewerten die Biokompatibilität des Endprodukts nicht und stützen sich nur auf die bekannte Biokompatibilität von das Grundmaterial. Um das Potenzial der vorgestellten Methode gründlich zu bewerten, wurde eine vollständige Beschreibung der vorgestellten Methode mit anschließender Qualifizierung der fertigen Geräte gemäß ISO10993 durchgeführt, um ihre Machbarkeit zu beweisen, wobei der Schwerpunkt auf kurz- bis mittelfristigen In-vivo-Experimenten lag (der potenzielle Wassereintritt wurde bewertet). für 15 Tage).

Diese Methode ist für Forscher gedacht, die kundenspezifische implantierbare medizinische Geräte entwickeln oder nach einer biokompatiblen Methode zur Kapselung von Sensoren, Verbindungsbaugruppen usw. suchen. Die Methode wird an einem Modell eines implantierbaren medizinischen Geräts demonstriert, das aus zwei einfachen Schaltkreisen besteht Wird verwendet, um die Haltbarkeit der Kapselung zu charakterisieren. Andere Forscher, die diese Methode anwenden, werden ermutigt, das Design der Werkzeuge und der verwendeten Materialien entsprechend ihren spezifischen Anforderungen zu ändern.

Alle experimentellen Verfahren mit Tieren wurden unter Standardumgebungsbedingungen in der akkreditierten Tiereinrichtung des NIPH, Prag, Tschechische Republik (16OZ23091/2017-17214) in Übereinstimmung mit den europäischen Regeln für Tierpflege und Tierschutz (Richtlinie 2010/63/EU) durchgeführt. . Die Studien wurden vom Gesundheitsministerium der Tschechischen Republik genehmigt (LLNA-MZDR 6593/2019-4/OVZ, Reizungstest durch intrakutane (intradermale) Verabreichung – MZDR 60413/2017-3/OVZ). Nach den Versuchen wurden die Versuchstiere separat mit Isofluran (5 %) sediert und anschließend mit einer Überdosis CO2 auf humane Weise getötet. Die experimentellen Verfahren mit Tieren folgten den ARRIVE-Richtlinien.

Die Auswahl der Freiwilligen und die Testmethoden entsprachen der WMA-Erklärung von Helsinki (1964, geändert 2013) und den Internationalen Ethischen Richtlinien für gesundheitsbezogene Forschung am Menschen (CIOMS, 2016). Die Studie wurde gemäß ISO 14155 (2020) durchgeführt und vom Ethical Review Committee des National Institute of Public Health genehmigt. Die 30 Freiwilligen gaben ihre schriftliche Einverständniserklärung ab, bevor ihre Teilnahme an der Studie gestattet wurde.

Die Leiterplatten (PCBs) implementieren eine einfache RC-Schaltung mit einer Diode. Eine zusammengesetzte Zeichnung des Schaltplans und des Schaltplans ist als ergänzende Abbildung S1 verfügbar. Der Zweck der Leiterplatte besteht darin, eine Testplattform bereitzustellen, mit der leicht eindringende Feuchtigkeit erkannt werden kann, die das elektrische Verhalten verändern oder die Komponenten und Kupferbahnen korrodieren würde, wenn sie einer Salzlösung ausgesetzt werden. Außerdem wurde auf eine Lötstoppmaske oder Zinn-/stromlose Vergoldung verzichtet, um die Korrosionsanfälligkeit der Leiterbahnen absichtlich zu erhöhen. Normalerweise ist aufgrund der elektrochemischen Neutralität eine Lötmaske und eine stromlose Nickel-Gold-Beschichtung (ENIG) aller freiliegenden Leiter empfehlenswert.

Insgesamt wurden 12 depanelisierte Leiterplatten hergestellt, die in vier Gruppen unterteilt wurden: Silikon (PDMS)-Verkapselung („PDMS1-3“), reine Epoxid-Verkapselung („EPOXY1-3“), Epoxid-Verkapselung mit hermetischen Durchführungen („HERM1-3“) “) und Kontrolle – keine Einkapselung und Exposition gegenüber der Kochsalzlösung („CTRL1-3“). Die hermetischen Durchführungen wurden von Xi'an Elite Electronics, Typ JMC-1553, bezogen. Der Prozess der Leiterplattenbestückung, des Trennens und des Lötens der hermetischen Durchführung für die HERM-Gruppe ist in Abb. 1 dargestellt. In anderen Gruppen wurden FEP-beschichtete Kabel mit 34 AWG gelötet.

Herstellung der Leiterplatten; (a) unbestücktes Brett; (b) bestücktes Brett; (c) Detail einer depanelisierten Platine; (d) hermetische Durchführung, die an die Leiterplatte angelötet ist.

Nach dem Löten wurden alle Leiterplatten 15 Minuten lang in einem Isopropylalkoholbad bei 60 °C und anschließend 10 Minuten lang im Ultraschallreinigungsbad Shesto UTFLU (5 %ige Lösung in entionisiertem Wasser) bei 50 °C und 50 W Ultraschallleistung gereinigt. Die Verwendung eines speziellen Produkts zur Flussmittelentfernung ist zwingend erforderlich, da reiner Alkohol Flussmittel und andere Verunreinigungen nicht vollständig entfernt. Anschließend wurden restliches Wasser und Flussmittelentferner entfernt, indem die Geräte 15 Minuten lang unter magnetischem Rühren in frischem Isopropylalkohol bei Raumtemperatur eingeweicht wurden. Anschließend wurden die Platinen mit einer Schere depaneliert, die Kanten leicht geschliffen, um eventuelle Grate zu entfernen, und erneut in Isopropylalkohol gewaschen. Anschließend wurden die Leiterplatten in einer staubfreien Umgebung gelagert. Während des gesamten Reinigungsprozesses und beim Umgang mit den Leiterplatten müssen Handschuhe getragen werden, um Verunreinigungen zu vermeiden, die die später gemessenen elektrischen Eigenschaften verändern könnten, und um Ablagerungen zu vermeiden, die die Epoxidbindung beeinträchtigen könnten.

Als nächstes wurde eine PVDF-Form auf einer 3-Achsen-CNC-Fräse mit einem Bearbeitungsschraubstock und einem 3-Backen-Drehfutter bearbeitet. Zur Bearbeitung beider Formhälften wurde ein PVDF-Stab mit einem Durchmesser von 60 mm verwendet. PVDF wurde aufgrund seines extrem niedrigen Reibungskoeffizienten und seiner Oberflächenenergie ausgewählt, was ein einfaches Entformen ohne Silikonsprays oder ähnliche Entformungsmittel ermöglicht. Wenn kein Standard-Flüssigkühlmittel auf Öl- oder synthetischer Wasseremulsionsbasis verfügbar ist oder durch vorherige Bearbeitung verunreinigt sein könnte, kann ein Hochdruck-Luftnebel mit einer 50:50-Mischung aus Isopropylalkohol und entionisiertem Wasser verwendet werden, um das Werkzeug zu kühlen und den Schnitt zu reduzieren Kräfte. Da diese Kühlmittelmischung keine rosthemmenden Eigenschaften hat, ist es wichtig, die Bearbeitung so schnell wie möglich fortzusetzen und nach Abschluss der Arbeit alle Wasserrückstände, einschließlich nasser PVDF-Späne, von der Maschine abzuwischen. Außerdem ist es erforderlich, alle Stahlteile mit einem Kriechölspray (z. B. WD-40) oder Kühlmittel zu behandeln, um Schäden an der Maschine zu vermeiden. Bei kostengünstigen CNC-Fräsmaschinen aus Aluminium-Strangpressprofilen ist weniger Vorsicht geboten, da Aluminiumteile nicht korrodieren. Wenn ein Standard-Kühlmittel der MMS-Klasse (Minimalmengenschmierung) verwendet wird, sollte bei der Reinigung der fertigen Form besondere Sorgfalt walten, um Verunreinigungen zu vermeiden. Wenn die Maschine zuvor zur Herstellung von Metallteilen verwendet wurde, können außerdem kleine Metallfragmente im Kühlmittel vorhanden sein, die sich in den weicheren Kunststoff einbetten könnten.

Der Aufbau des Werkzeugs für den Spritzguss ist in Abb. 2 dargestellt. Das 3D-Modell im STEP-Format wird als Zusatzinformation S2 bereitgestellt. Die beige Farbe zeigt zwei PVDF-Formhälften an, die grüne Farbe zeigt zwei PTFE-Seitenstifte zur Bildung eines Seitenlochs im fertigen Teil und die rote Farbe zeigt die erwartete Endform des eingekapselten Produkts, einschließlich Anschnitt und Angüsse. Zwei Hälften umschließen die beiden Hohlräume, die mit der Verkapselung gefüllt sind. Wie bei der Konstruktion einer normalen Kunststoffspritzgussform wurde ein Seitenanschnittdesign mit zwei Angüssen und Anschnitten im unteren Mittelteil verwendet. Aufgrund der geringen Steifigkeit von PVDF werden beide Hälften durch 8 Schrauben zusammengehalten, um die Bildung von „Flanschen“ (Bildung einer sehr dünnen Materialkante zwischen den Formhälften) zu reduzieren oder zu vermeiden. Eine alternative Möglichkeit, die beiden Hälften der Form zusammenzudrücken, besteht darin, keine Schrauben zu verwenden, sondern die beiden Hälften in einem Schraubstock zusammenzudrücken. Der Einlass für das Epoxidharz wurde so konzipiert, dass es zu den Mischern passt, die mit den Epoxidharzkartuschen geliefert werden, wie in Abb. 3d dargestellt.

Design von Spritzgussformen.

Verkapselungsprozess; (a) PCBs, die in die Form eingelegt werden; (b) Form geschlossen mit vorhandenen Seitenstiften; (c) Epoxidkartusche mit der Form; (d) Einsetzen des statischen Mischers in das Tor; (e) nach der Trennung der Formhälften; (f) detaillierte Ansicht der gekapselten Geräte; (g) Testlauf mit schwarzem PDMS zur besseren Sichtbarkeit; (h) PDMS-Teile mit sichtbaren Angüssen und einem Teil des Angusses.

Für die Bearbeitung der Form wurden insgesamt 5 Werkzeuge eingesetzt. Es wurden nur Werkzeuge mit einem Durchmesser von weniger als 6 mm verwendet, um die Durchführbarkeit der Methode mit wirtschaftlichen 3-Achsen-CNC-Fräsmaschinen auf Aluminiumstrangpressbasis (in der Branche allgemein unter den generischen Namen „CNC3020“, „CNC4030“ usw. bekannt) zu zeigen. Die Werkzeugwege wurden von der CAM-Umgebung der Autodesk Fusion 360-Software generiert. Zum Planfräsen, Bohren von Löchern und allgemeinem Schruppen wurden ein 3-schneidiger HSS-Schaftfräser mit 4 mm Durchmesser und ein Schaftfräser mit 3 mm Durchmesser verwendet. Zur Bearbeitung der Angüsse, Auslasskanäle, in denen die hermetische Durchführung oder das Kabel platziert wird, und zur Bearbeitung der Löcher für Seitenstifte wurde ein HSS-Schaftfräser mit 4 Schneiden und 1 mm Durchmesser verwendet. Zur Bearbeitung der Innenform des Hohlraums wurde eine 4-schneidige HSS-Kugelmühle mit 1,5 mm Durchmesser verwendet. Die Gewinde wurden manuell mit einem Handspiralgewindebohrer erstellt. Die seitlichen PTFE-Stifte wurden mit dem 4-mm-Schaftfräser und einem Außenbohrvorgang bearbeitet. Die spezifischen Schnittparameter (Drehgeschwindigkeit des Werkzeugs, Vorschübe, Span pro Zahnrate, Schnittbreite usw.) sollten anhand der Empfehlungen des Werkzeugherstellers und durch Experimente ermittelt werden. Maschinen mit geringerer Steifigkeit erfordern möglicherweise im Allgemeinen geringere Vorschubgeschwindigkeiten und höhere Rotationsgeschwindigkeiten der Werkzeuge. Allerdings kann es bei zu hohen Drehzahlen aufgrund zu hoher Hitze zum Schmelzen des Materials kommen. Seien Sie vorsichtig bei der Verwendung von Elektrowerkzeugen und tragen Sie die empfohlene persönliche Schutzausrüstung (z. B. Augenschutz).

Die Form ist für die Aufnahme von zwei bestückten Leiterplatten ausgelegt. Das Design der endgültigen gekapselten Geräte wurde willkürlich gewählt, um verschiedene Funktionen aufzuzeigen, die mit dieser Technologie erreicht werden können. In der oberen Hälfte der Form befindet sich der Einlass, ein Loch mit einem Durchmesser von 4 mm. Vor der Injektion wird ein statischer Epoxidmischer in den Einlass eingesetzt. Der Epoxidstrom wird dann in zwei (oder mehr im Fall von Formen mit mehreren Kavitäten) Angusskanäle (Kanäle) aufgeteilt, die das Epoxidharz zum Teileeintritt („Anguss“) transportieren. Der Anschnitt öffnet sich zum Formhohlraum, wo das eingespritzte Epoxidharz die gewünschte Form des Teils erzeugt. Als allgemeine Faustregel aus unseren Erkenntnissen gilt, dass der Anguss- und Anschnittquerschnitt zwischen 1 und 3 mm2 liegen sollte. Ein kleinerer Querschnitt führt zu höheren Einspritzdrücken, während ein größerer Querschnitt die Epoxidverluste erhöht. Die obere Hälfte enthält außerdem zwei Fixierstifte und 8 Löcher für M4-Schrauben. Die untere Hälfte der Form ist wesentlich einfacher. Es enthält zwei Positionierungslöcher, die in die Stifte in der anderen Hälfte der Form passen. Anstelle von M4-Bolzenlöchern sind Gewinde vorgesehen. Die kleine Aussparung an der Oberseite dient zum Einsetzen eines Werkzeugs, um die beiden Hälften beim Entformen leicht zu teilen. In die gesamte Form werden zwei Löcher gebohrt, eines für jedes fertige Teil. In dieses Loch wird ein kleiner PTFE-Stift eingesetzt. Dadurch entsteht im fertigen Teil ein seitliches Loch, das für ein Gewinde oder zur anderweitigen Unterstützung bei der Immobilisierung des implantierbaren Geräts verwendet werden könnte. Die beiden konischen Teile auf beiden Seiten können für endoskopische Greifer oder Schlingen verwendet werden. Das Kabel bzw. die hermetische Durchführung wurde verwendet, um die Leiterplatte in der Mitte der Form zu halten, sodass das Epoxidharz die Elektronik vollständig einkapselt.

Nachdem zwei bestückte Leiterplatten in die Form gelegt und die Form mit Schrauben verschlossen wurden, wurde PDMS (Easycomposites AS40) oder Epoxidharz (Loctite EA M-31 CL) durch die Einlassöffnung eingespritzt, bis es aus dem oberen Bereich herauszufließen begann, was den Abschluss anzeigte füllen. Für Epoxidharz wurde ein statischer Mischer verwendet, der die Blasenbildung verringerte. Für PDMS wurden die beiden Komponenten zunächst in einem separaten Behälter gemischt, einige Minuten lang vakuumiert, um das PDMS zu entlüften, und dann in die Spritze überführt, vorzugsweise vom Boden des Behälters (wo die Luftblasenkonzentration am niedrigsten sein sollte). Das Epoxidharz wurde aufgrund seiner Biokompatibilität ausgewählt und für den Einsatz bei der Montage medizinischer Geräte empfohlen. Das PDMS wurde aufgrund der sehr geringen Schrumpfung und der Additionshärtung von PDMS ausgewählt. Additionsgehärtetes PDMS, das einen Katalysator auf Platinbasis verwendet, erfordert zum Aushärten keine Anwesenheit von Wasser/Feuchtigkeit oder eine Acetoxyhärtung, bei der ätzende Essigsäure in der Nähe des aushärtenden Silikons zurückbleibt. Das nicht umgesetzte Gemisch sollte langsam eingespritzt werden, um die Bildung von Luftblasen zu vermeiden, die ein vollständiges Befüllen unmöglich machen würden. Im Falle der vorgestellten Form betrug die empfohlene Einspritzzeit von Anfang bis Ende etwa 30 s. Dann wurde die Epoxidharzkartusche zusammen mit dem Applikator entnommen und der Einlass mit einem Stück Klebeband abgedeckt, um ein Auslaufen des Epoxidharzes zu verhindern. Die Aushärtung kann entweder bei Raumtemperatur für 24 Stunden oder bei einer erhöhten Temperatur von 60 °C für 4 Stunden erfolgen.

Nach dem Aushärten wurden zunächst alle Bolzen aus der Form entfernt. Dann wurde ein flacher Schraubenzieher in den Schlitz im oberen Teil der Form eingeführt und die beiden Hälften wurden langsam ausgedehnt, um die beiden Hälften der Form zu teilen. Aufgrund der ersten Experimente wird empfohlen, über einen längeren Zeitraum eine geringe Kraft auszuüben und nicht schnell eine übermäßige Kraft anzuwenden, um mechanische Schäden an der Form und/oder den eingekapselten Geräten zu vermeiden. Der gesamte Form- und Entformungsprozess ist in Abb. 3 dargestellt. Alle Arten von gekapselten Geräten, die Leistungstests unterzogen wurden, sind in Abb. 4 dargestellt. Als der obere Teil der Form gelöst wurde, wurden der Einlass und die Angüsse gelöst, bevor sie sich lösten gekapselte Geräte. Anschließend wurden die Tore mit einem scharfen Skalpell beschnitten und die Kanten abgeschliffen, falls noch überschüssiges Material vorhanden war. Am anderen Ende der gekapselten Geräte war der Prozess ähnlich. Zu diesem Zeitpunkt wurden vorläufige Tests der Schaltung durchgeführt, um ihre Funktionalität zu überprüfen. Eventuell nicht umgesetzte Monomere und Oligomere wurden durch mehrmaliges Spülen der eingekapselten Geräte in Isopropylalkohol und Wasser gewaschen. Anschließend wurde die Form mechanisch gereinigt, um alle verbliebenen Epoxidharzreste zu entfernen, und anschließend gründlich mit Isopropylalkohol und Wasser gewaschen, um etwaige Rückstände zu entfernen. Die Form sollte nicht mit angezogenen Schrauben gelagert werden, um eine dauerhafte Belastung des Materials zu vermeiden, die zu einem vorzeitigen Versagen der Gewinde in der Gewindehälfte der Form führen könnte.

Verschiedene gekapselte Geräte – PDMS, Epoxidharz und Epoxidharz mit hermetischen Durchführungen und optionaler P3HT-Beschichtung.

Die eingekapselten Geräte können zusätzlich mit P3HT (Poly(3-hexylthiophen-2,5-diyl, 94,2 % regioregulär) von Ossila) beschichtet werden, einem Polymer, das bekanntermaßen biokompatibel ist18. Um teure und oft nur spärlich verfügbare Vakuumverfahren (z. B. CVD oder PVD) zu vermeiden ), die üblicherweise zur Abscheidung dünner Filme aus Parylene (einem anderen biokompatiblen Polymer, das zur Beschichtung medizinischer Geräte in Produktionsqualität verwendet wird)19 verwendet werden, wurde eine Methode verwendet, bei der eine aus einem P3HT-Polymer formulierte Tinte verwendet wird, die dann auf die behandelte Oberfläche aufgetragen werden kann.

Zunächst wurden 0,05 g des P3HT-Polymers in 24,95 g Chloroform bei Raumtemperatur mit einem Magnetrührer gelöst. Das genaue Verhältnis ist nicht kritisch, da eine teilweise Verdunstung des Lösungsmittels unvermeidbar ist. Um die Verdunstung des Lösungsmittels zu begrenzen, wurde ein Uhrglas auf das Becherglas gestellt. Nach 5-minütigem Rühren wurde die P3HT-Tintenlösung in einen luftdichten Glasbehälter gegeben und gekühlt gelagert. Bei der Handhabung ist Vorsicht geboten, da die Tinte flüchtig, entflammbar und aufgrund des Chloroformgehalts giftig ist. Das Arbeiten unter einem Abzug mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung ist erforderlich.

Die Beschichtung der eingekapselten Leiterplatten erfolgte durch Eintauchen der eingekapselten Bauelemente in die Lösung für drei Sekunden. Dann wurde das Gerät herausgeholt und stillgehalten, bis das Lösungsmittel von der Oberfläche verdampfte. Während des Verdampfens änderte sich die Farbe von dunkelorange (gelöster Zustand des Polymers) zu tiefvioletter Farbe (getrockneter Zustand). Anschließend erfolgte eine Nachtrocknung in einem Konvektionsofen bei 50 °C für 30 Minuten, um das restliche Lösungsmittel zu entfernen. Anschließend kann das Polymer mit frischem Chloroform von den vergoldeten hermetischen Durchführungen gereinigt werden. Dieses Verfahren kann auch für alle Teile des gekapselten Geräts (äußere Elektroden, Sensoren usw.) angewendet werden.

Die Biokompatibilitätstests wurden am Nationalen Institut für öffentliche Gesundheit, Laboratories of Toxicology, Šrobárova 49/48, 100 00 Prag 10, Tschechische Republik, Labor Nr. 1206, durchgeführt, akkreditiert vom Tschechischen Akkreditierungsinstitut gemäß EN ISO/IEC 17025:2017. Die Biokompatibilität der Materialien wurde anhand von quadratischen Standardproben von 25 × 25 × 1 mm beurteilt, die mit einer identischen Technik hergestellt wurden. Aus dem PVDF-Stab wurden mit den gleichen Werkzeugen, dem gleichen Kühlmittel und der gleichen Maschine insgesamt fünf Formen hergestellt. Anschließend wurde das Epoxidharz in die Formen gegossen und bei Raumtemperatur aushärten gelassen. Insgesamt wurden 200 quadratische Proben hergestellt. Diese wurden in zwei Gruppen unterteilt – „implant-epoxy“ und „implant-p3ht“. Die erste Gruppe enthielt reine Epoxidproben, während die letztere Gruppe gemäß dem unter „Formulierung und Anwendung der P3HT-Beschichtung“ beschriebenen Verfahren mit P3HT beschichtet wurde.

Die Zytotoxizität in vitro wurde gemäß ISO 10993-520 bewertet. Kurz gesagt, nach 24-stündiger Kultivierung (37 °C, 7,5 % CO2) wurde die 3T3 Balb/c-Zellkultur (empfohlen für den Test gemäß Anhang A der Norm ISO 10993-5) den Testmaterialextrakten (extrahiert gemäß ISO) ausgesetzt 10993-12 im Verhältnis 3 cm2/ml DMEM mit Serum für 24 h bei 37 °C) und Kontrollen (Natriumlaurylsulfat als Positivkontrolle, DMEM mit Serum als Negativkontrolle)21. Am Ende der 24-stündigen Behandlung wurden die Zellen mit Neutralrot-Farbstoff gemäß DB-ALM-Protokoll Nr. 46 gefärbt (0,2 ml Neutralrot-Lösung pro Vertiefung, 3-stündige Inkubation, Neutralrot-Desorptionslösung – Ethanol/Essigsäure). Der Grad der Zytotoxizität (d. h. die Abnahme der Lebensfähigkeit der Zellen) wurde quantitativ als Neutralrot-Aufnahme bestimmt, gemessen mit dem Fluoreszenz-Lumineszenz-Lesegerät FLX800TBI (BioTek). Die Lebensfähigkeit der den Testmaterialextrakten ausgesetzten Zellen, die im Vergleich zur Negativkontrolle (DMEM mit Serum) 70 % oder mehr erreicht, bestätigt das Fehlen von Zytotoxizität.

Der Reizungstest durch intrakutane (intradermale) Verabreichung an Tieren wurde gemäß ISO 10993-2322 durchgeführt. Die Testmaterialien wurden gemäß ISO 10993-1223 im Verhältnis 6 cm2/ml (übertriebenes Verhältnis, das das Worst-Case-Szenario nachahmt) mit polarem Lösungsmittel (Kochsalzlösung) und unpolarem Lösungsmittel (Baumwollsamenöl) 72 Stunden lang bei 37 °C extrahiert C. Extrakte und Lösungsmittel wurden in einer Menge von 0,2 ml an fünf Stellen intrakutan auf den Rücken von drei Tieren (Albinokaninchen und Weibchen, nach 5 Tagen Akklimatisierung) injiziert, dh zwanzig Applikationsstellen bei jedem Tier. Das Erscheinungsbild jeder Injektionsstelle wurde 24 ± 2 Stunden, 48 ± 2 Stunden und 72 ± 2 Stunden nach der Injektion beobachtet und die Gewebereaktionen wurden gemäß dem „Bewertungssystem für intrakutane (intradermale) Reaktionen“ bewertet. Es wurden individuelle Mittelwerte für die Testprobe und das Lösungsmittel berechnet. Der endgültige Wert der Testprobe wurde als Differenz zwischen dem Mittelwert der Testprobe und dem Mittelwert des Lösungsmittels (Blindwert) berechnet. Wenn das Endergebnis der Testprobe 1,0 oder weniger beträgt, gilt die Probe als nicht reizend.

Die Bewertung der menschlichen Hautreizung wurde gemäß ISO 10993-23 an einer Gruppe von 30 gesunden Freiwilligen durchgeführt. Die Auswahl der Freiwilligen und die Testmethoden entsprachen der WMA-Erklärung von Helsinki (1964, geändert 2013)24 und den Internationalen Ethischen Richtlinien für gesundheitsbezogene Forschung am Menschen (CIOMS, 2016)25. Die Studie wurde gemäß ISO 14155 (2021)26 durchgeführt und vom Ethical Review Committee des National Institute of Public Health genehmigt. Die Freiwilligen gaben ihre schriftliche Einverständniserklärung ab, bevor ihre Teilnahme an der Studie gestattet wurde. Die Materialien (2,5 × 2,5 cm) und die Positivkontrolle (20 % SDS, 0,4 ml pro Pflaster) wurden mit Hill Top Chambers (enthaltend ein Mulltupfer, Durchmesser 1,8 cm) auf den oberen Außenarm aufgetragen. Die Pflaster wurden schrittweise aufgetragen, beginnend mit einer Dauer von 15 Minuten und 30 Minuten, bis hin zu 1 Stunde, 2 Stunden, 3 Stunden und 4 Stunden. Die potenzielle Gefahr einer Hautreizung wurde durch Vergleich der Anzahl der Freiwilligen, die nach der Anwendung des Testmaterials Hautreaktionen (z. B. Erythem, Ödeme, Trockenheit) hervorriefen, und der Anzahl der Freiwilligen, die nach der Anwendung der Positivkontrolle in Abständen von 24 ± Hautreaktionen hervorriefen, ermittelt 2 Stunden, 48 ± 2 Stunden und 72 ± 2 Stunden nach der Entfernung des Pflasters. Für die statistische Auswertung der Ergebnisse wurde der exakte Test nach Fisher verwendet.

Die DPRA wurde gemäß OECD TG 442C27 mit geringfügigen Änderungen durchgeführt. Der Assay wurde in einer Nur-Cystein-Modifikation durchgeführt, um das Potenzial chemischer Wechselwirkungen vorherzusagen, indem die Werte der getesteten Proben mit der gemessenen Aktivität der Negativkontrolle (Acetonitril) verglichen wurden. Cysteinhaltige Peptide wurden von GenScript (Piscataway, NJ) hergestellt und gereinigt. Kurz gesagt, 50 µl des getesteten Extrakts (extrahiert gemäß ISO 10993-12 im Verhältnis 3 cm2/ml in Kochsalzlösung für 72 Stunden bei 37 °C) wurden mit 750 µl Peptidlösung (0,5 mM in Natriumphosphatpuffer) gemischt , pH 7,5) und 200 µl Acetonitril versetzt und 24 h im Dunkeln bei 25 °C inkubiert. Nach der Inkubation wurde die relative Peptidkonzentration durch Umkehrphasen-Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC, Ecom HPLC) auf einer Chromolith-C18-Säule (5,0 mm × 100 mm) mit Gradientenelution und UV-Detektion bei 220 nm (Ecom UV/ VIS-Detektor) unter Verwendung einer externen standardmäßigen linearen Kalibrierungskurve. Aus jedem getesteten Extrakt wurden drei Proben hergestellt und jede Probe wurde dreifach gemessen. Anschließend wurden die prozentualen Cysteinpeptid-Depletionswerte berechnet und in einem Vorhersagemodell verwendet, um eine Substanz in eine von vier Reaktivitätsklassen einzuteilen (< 13,89 %, minimal, 13,89–23,09 %, niedrig; 23,09–98,24 %, mäßig; > 98,24 %, hoch). Reaktivitätsklasse), die Sensibilisatoren und Nichtsensibilisatoren unterscheidet (OECD, 2019).

Der LuSens-Assay28,29 wurde gemäß OECD TG 442D30 durchgeführt. Die Zellen wurden freundlicherweise von BASF SE (Deutschland) zur Verfügung gestellt und im Routinegebrauch auf Mykoplasmenkontamination getestet. Kurz gesagt, nach 24-stündiger Kultivierung (37 °C mit 5 % CO2) wurde die Keratinozyten-Zelllinie LuSens den Testmaterialextrakten (extrahiert gemäß ISO 10993-12 im Verhältnis 3 cm2/ml in DMEM und DMSO) ausgesetzt 24 h bei 37 °C). DMSO-Extrakte wurden vor der Zugabe zur Platte in D-MEM verdünnt, was zu einer endgültigen nicht-zytotoxischen DMSO-Konzentration von 1 % führte. Nach 48 Stunden wurde die Luciferase-Aktivität unter Verwendung von One-Glo-Luciferase-Substrat (Promega) mit einem Plattenlesegerät (GLOMAX Multi Reader, Promega) gemessen. Parallel dazu wurde die Lebensfähigkeit der Zellen mittels MTT-Assay bestimmt, die resultierenden Formazankonzentrationen wurden mit einem Eon High Performance Microplate Spectrophotometer (BioTek Instruments) bei 570 nm gemessen. Eine positive Kontrolle, Ethylenglykoldimethacrylat, das im Vergleich zu den Vehikelkontrollen eine mehr als 2,5-fache Luciferase-Expression induziert, und eine negative Kontrolle, dl-Milchsäure (5000 μM), wurden in jeden Testlauf einbezogen. Es wurden zwei unabhängige Versuchsläufe durchgeführt, wobei jede Probe dreifach getestet wurde. Für die Akzeptanz des Tests müssen mindestens 3 getestete Konzentrationen mit einer Lebensfähigkeit von mindestens 70 % verfügbar sein. Das Sensibilisierungspotenzial des getesteten Extrakts wird angezeigt, wenn die Luciferase-Aktivität einer 1,5-fachen Induktion im Vergleich zur geeigneten Vehikelkontrolle bei Konzentrationen entspricht oder diese übersteigt, die die Zelllebensfähigkeit unter 70 %29 nicht verringern (Urbisch et al.29, Ramirez et al .31).

Der LLNA:DA-In-vivo-Test, der auf der Bestimmung der Anzahl proliferierender Zellen in den Lymphknoten durch Messung von intrazellulärem ATP (Adenosintriphosphat) mithilfe einer Biolumineszenzmethode basiert, wurde gemäß ISO 10993-1032 und OECD TG 442A33 durchgeführt. Für das Experiment wurden gesunde weibliche Balb/c-Mäuse (Charles River Laboratories, Deutschland) im Alter von 8–12 Wochen verwendet, die 7 Tage lang akklimatisiert wurden. Pro Versuchsgruppe wurden vier Tiere verwendet (Negativkontrolle – Kochsalzlösung/Öl, Positivkontrolle – Dinitrochlorbenzol, Testgruppen – behandelt mit dem Extrakt in polarem Extraktionsmittel (Kochsalzlösung) und in unpolarem Extraktionsmittel (Baumwollsamenöl), extrahiert gemäß ISO 10993-12 im Verhältnis 3 cm2/ml Lösungsmittel für 72 h bei 37 °C.

Kurz gesagt, alle Testproben wurden am 1., 2., 3. und 7. Tag des Experiments in einer Menge von 25 µl pro Ohr auf den dorsalen Teil beider Ohren von Tieren jeder Testgruppe aufgetragen. Am 8. Tag wurden die Versuchstiere separat mit Isofluran (5 %) sediert und anschließend mit einer Überdosis CO2 auf humane Weise getötet, die Ohrlymphknoten entfernt und eine Zellsuspension hergestellt, verdünnt und in drei parallele Vertiefungen einer weißen Mikrotiterplatte überführt Platte (100 µl pro Vertiefung) auffüllen und mit 100 µl Cell Titer-Glo Luminescent Reagent (PROMEGA) mischen. Die Biolumineszenz (in relativen Lumineszenzeinheiten) wurde mit einem Luminometer (GloMax-Multi Detection System, Promega) gemessen. Die Ergebnisse wurden als Stimulationsindex (SI) ausgedrückt, der durch Vergleich der Durchschnittswerte der Testgruppe oder der Positivkontrollgruppe mit der Negativkontrollgruppe ermittelt wurde.

Um die Leistung verschiedener Verkapselungsmaterialien und -technologien zu bewerten, wurde eine ähnliche Methodik entwickelt und verwendet, die in früheren Untersuchungen5 verwendet wurde. Alle implantierbaren Geräte wurden bei 37 °C inkubiert, während sie horizontal (um das Eindringen von Wasser zu fördern) in phosphatgepufferte Kochsalzlösung mit einem pH-Wert von 7,4 eingetaucht waren, was dem normalen pH-Wert von Blut entspricht. An mehreren unterschiedlichen Datenpunkten (vor dem Eintauchen, nach 10 Minuten, 1 Stunde, 4 Stunden, 1 Tag, 5 Tagen und 15 Tagen) wurden die elektrischen Parameter des eingebetteten elektronischen Schaltkreises durch elektrische Messung bewertet. Vor der Messung wurden freiliegende Anschlüsse oder freiliegende Enden des Kabels kurz mit entionisiertem Wasser besprüht und mit einem Papiertuch getrocknet. Die Messgenauigkeit des verwendeten Messgeräts (Lutron LCR-9184) bei der gewählten Messfrequenz von 100 Hz und einem Bereich von bis zu 200 nF und 20 kOhm beträgt ± (0,5 % + 5 Digits). Die Effektivspannung der Anregungswellenform beträgt 600 mV. Für die Kapazität gelten diese Unsicherheitswerte, wenn der Verlustfaktor kleiner oder gleich 0,1 ist. In diesem Szenario liegt der Verlustfaktor bei etwa 0,63 (100-nF-Kondensator und 10-kOhm-Widerstand in Reihe bei 100 Hz, der ESR eines Keramikkondensators ist bei dieser Frequenz vernachlässigbar). Aufgrund der Empfehlungen des Herstellers war es daher notwendig, dies durch Multiplikation mit einem Faktor \(\sqrt{1+{D}^{2}}=1,18\zu \mathrm{ungefähr} zu kompensieren.\pm \left( 0,6\mathrm{\% }+ 5\mathrm{ Ziffern}\right)\). Die endgültige Genauigkeit des Messgeräts für den gewählten Messbereich betrug dann \(\pm \left(0,6\mathrm{\% }+ 0,05\mathrm{ nF}\right)\) für die Kapazität und \(\pm \left(0,5 \mathrm{\% }+ 0,05\mathrm{ kOhm}\right)\) für den Widerstand.

Die Leistung der Diodenschaltung wurde gemessen, indem die Durchlassspannung bei 1 mA Strom gemessen wurde (um festzustellen, ob die Diodenschaltung noch funktionsfähig ist) und anschließend ein kurzer Gleichstrom-Rückwärtsimpuls von 30 V mit Strommessung nach 100 ms zur Bestimmung durchgeführt wurde Vorhandensein eines Leckstroms, der durch das Eindringen von Flüssigkeit verursacht wird. Die Messung wurde mit einem Keysight DSOX1102 Oszilloskop durchgeführt. Der Strom wurde durch Messen der Spannung an einem 10-kOhm-Widerstand bestimmt, der in Reihe mit der Schaltung geschaltet war. Diese Messmethode führt bei höheren Strömen aufgrund des erheblichen Spannungsverlusts am 10-kOhm-Shunt-Widerstand zu einem Fehler. Die Messung zeigt jedoch nur das Vorhandensein oder Nichtvorhandensein von Strom an. Aus diesem Grund wurde diese Messmethode für den Zweck dieser Studie als akzeptabel erachtet. Der Strom von 1 mA ist der Industriestandard für die Messung der Vorwärtsdiodenspannung und die Sperrspannung von 30 V wurde im Hinblick auf die erwartete maximale Spannung gewählt, die in implantierbaren Geräten vorhanden sein wird. Eine Literaturrecherche in diesem Bereich ergab, dass die maximale Spannung bei den meisten implantierbaren Geräten auf mehrere Volt begrenzt ist und einige Stimulatoren Spannungen von bis zu 30 V verwenden, um ausreichend Strom bereitzustellen, wenn sie Neurostimulationsimpulse an Gewebe mit hoher Impedanz abgeben34,35,36. Die Verweilzeit zwischen dem Anlegen der Spannung und der Messung wurde auf 100 ms gewählt, um den Strom unter stabilen Bedingungen zu messen, ohne dass transiente Effekte auftreten, die durch das lineare Einschalten des Labornetzteils verursacht werden. Um eine mögliche Änderung der dielektrischen Durchschlagsfestigkeit des Epoxidharzes zu beurteilen, wurde die Diodenschaltung anschließend bei der maximal zulässigen Spannung der verwendeten 1N4148-Diode (100 V) getestet. Die beiden anderen Anschlüsse wurden angeschlossen, um das an der hermetischen Durchführung vorhandene E-Feld zu maximieren (0,3 mm, was einem E-Feld von 333 V/mm entspricht).

Vor dem Experimentieren wurden die Akzeptanzkriterien (wenn die Verkapselung als nicht ausgefallen galt) für die Messung von ESR und Kapazität basierend auf der Messgenauigkeit des verwendeten LCR-Messgeräts festgelegt. Wenn sich die Messfehlerintervalle vor und nach dem Eintauchen überschneiden, hat das Gerät den Test bestanden. War die Abweichung vom Referenzwert kleiner als 5 % des Referenzwertes, wurde das Gerät weiterhin überwacht und als „Teilausfall“ gewertet. Als die Abweichung den Schwellenwert von 5 % überschritt, wurde die Überwachung des Geräts gestoppt, da die Kapselung vollständig versagte. Was die Diodenschaltung betrifft, so muss die Spannung an der Diode während des Vorwärtsvorspannungsbetriebs innerhalb normaler Werte für eine Siliziumdiode bei 1 mA Strom (ca. 600 mV37) liegen. Während der Rückwärtsvorspannungsprüfung wurde der Schwellenwert auf 1 µA bei 30 V eingestellt 10 µA bei 30 V an den Diodenanschlüssen für teilweisen bzw. vollständigen Ausfall.

Um zu überprüfen, dass durch die gewählte P3HT-Beschichtungsmethode kein giftiges Chloroform in das Gerät gelangt, wurde eine Raman- und FTIR-Analyse durchgeführt. Die verwendeten Proben waren identisch mit denen, die für Biokompatibilitätstests („Biokompatibilitätstests“) verwendet wurden.

Zunächst wurde unter Verwendung einer konfokalen Raman-Mikroskopie bei 785 nm Anregung, 24 mW Leistung und 50-facher Linse ein Z-Scan durchgeführt. Der Schritt betrug 1 μm und die maximale Scantiefe betrug 20 μm. Als Vergleichsreferenzen wurden auch eine reine Chloroform- und P3HT-Probe gescannt. Die Messergebnisse wurden dann aufgezeichnet und mithilfe einer multivariaten statistischen Analyse statistisch analysiert, um das Vorhandensein oder Fehlen von Chloroform in der beschichteten Epoxidprobe anzuzeigen.

Zweitens: FTIR-Mikroskopiemessung unter Verwendung eines ATR-Kristalls mit Einzelreflexion. Anschließend wurden die Spektren von Chloroform, P3HT und der Probe aufgezeichnet und verglichen, um als zusätzliche Datenquelle für die Bestimmung zu dienen, ob Chloroform in der Probe vorhanden ist. Die gesamte Testmatrix, die Biokompatibilitätstests, elektrische Tests und chemische Tests umfasst, ist in Abb. 5 dargestellt.

Testmatrix.

Die Ergebnisse der Leistungstests sind in Tabelle 1 aufgeführt. Eine vollständige Tabelle mit Messungen finden Sie in der Ergänzungstabelle S3. Die PDMS-Gerätegruppe („PDMS1-3“) zeigte die geringste Lebensdauer, wobei zwei Geräte nach 10 Minuten ausfielen und das andere Gerät nach 1 Stunde ausfiel. Auch das langlebigere Gerät zeigte nach 10 Minuten Anzeichen eines teilweisen Ausfalls.

Die reine Epoxidgruppe („EPOXY1-3“) war die am wenigsten konsistente Gruppe, wobei die Geräte nach 10 Minuten, 1 Stunde bzw. 1 Tag ausfielen. Bis zum vollständigen Versagen der Kapselung wurden keine Teilausfälle beobachtet.

Keines der Geräte mit Epoxid- und hermetischer Durchführung („HERM1-3“) versagte vollständig, alle Geräte überstanden den 15-tägigen Test. Eines der Geräte wies einen Teilausfall auf, als nach 4 Stunden und 15 Tagen der Kapazitäts-/Widerstandswert um etwa 2 %/2 % bzw. 3 %/1 % abwich, was den Messfehler des Instruments überstieg. Anschließend überschritt bei den mit Epoxidharz verkapselten Geräten der Dioden-Sperrstrom bei Anlegen von 100 V 1 µA nicht, die gemessenen Werte betrugen 0,0 µA, 0,2 µA und 0,0 µA.

Schließlich zeigte keines der Geräte in der Kontrollgruppe einen teilweisen oder vollständigen Ausfall.

Um die sichtbaren Auswirkungen des Eindringens von Flüssigkeit aufgrund eines Verkapselungsfehlers zu zeigen, wurde bei einem Gerät aus der PDMS-Gruppe (PDMS1) und einem Gerät aus der hermetischen Durchführungsgruppe (HERM1) die Verkapselung entfernt. Während das PDMS-verkapselte Gerät mit einem Einschnitt leicht vom Silikonmaterial befreit werden konnte, musste das Epoxidharz manuell mit einer Heißluftpistole bei 200 °C abgekratzt werden. Dennoch war es nicht möglich, das Epoxidharz vollständig von der Leiterplatte zu entfernen, ohne noch mehr Hitze oder Kraft anzuwenden. Durch die Gewalteinwirkung kam es bei der Handhabung zu einem mechanischen Bruch der vergoldeten Stifte, woraufhin der Ausbau gestoppt wurde, um weiteren Schaden zu vermeiden. Dies weist auf eine sehr starke Bindung des Epoxidharzes sowohl zur Leiterplatte als auch zu den gelöteten Pads und Bauteilen hin. Der Vergleich ist in Abb. 6 dargestellt. Auf der PDMS-verkapselten Platine ist Kupferanlauf vorhanden. Auch im oberen rechten Teil kann das Vorhandensein grüner Rückstände auf das Vorhandensein von Kupfer(II)-Salz hinweisen. Bei der mit Epoxidharz verkapselten Platine mit hermetischer Durchführung blieb die Kupferschicht jedoch nahezu makellos. Die Bräunung des Epoxidharzes in der oberen linken Ecke wurde durch Erhitzen verursacht, das zum Entfernen erforderlich war. An der hermetischen Durchführung wurde nach dem Erhitzen ein hellbrauner Rückstand entdeckt. Es handelte sich nicht um das P3HT-Polymer, da es sich nicht leicht in Chloroform, Brombenzol oder Chlorbenzol löste, den drei besten Lösungsmitteln für P3HT-Polymer. Basierend auf den Raman-Spektroskopie-Messungen (Abb. 8) liegt die größte Konzentration des Polymers außerdem wenige Mikrometer unter der Oberfläche, das im Chloroform gelöste Polymer dringt nicht durch das Gerät ein. Um weitere Daten für die Entscheidung bereitzustellen, führte das Erhitzen von reinem Epoxidharz auf 200 °C über einen Zeitraum von mehr als 5 Sekunden zu braunen Rückständen auf seiner Oberfläche, die in Chloroform unlöslich waren. Daher ist die wahrscheinlichste Theorie, dass der Rückstand ein Zersetzungsprodukt des Epoxidharzes oder ein Hinweis auf Wassereinbruch ist (Wasser und/oder Salze reagieren mit einigen der umgebenden Materialien). Der Vergleich der wahrscheinlichen Wassereintrittspfade ist in Abb. 7 dargestellt. Basierend auf den Ergebnissen ist es viel wahrscheinlicher, dass eine Delaminierung beim Entformen oder im weiteren Betrieb des Geräts zum Eindringen von Flüssigkeit führt, wenn keine hermetische Durchführung vorhanden ist, als wenn die hermetische Durchführung vorhanden ist .

Korrosionsvergleich (PDMS links, Epoxidharz mit hermetischer Durchführung rechts).

Vergleich des wahrscheinlichen Wassereintrittswegs – (a) ohne hermetische Durchführung; (b) mit hermetischer Durchführung.

Die Ergebnisse der In-vitro-Zytotoxizitätstests bestätigten das Fehlen zytotoxischer Wirkungen, die durch die Testmaterialextrakte hervorgerufen wurden. Die in zwei unabhängigen Läufen mit unverdünnten 100 %-Extrakten erhaltenen Lebensfähigkeitswerte lagen über 70 % im Vergleich zur unbehandelten Kontrolle (Implantat-Epoxidharz 76,4 % und). 96,3 %, Implantat-p3ht 90,5 % bzw. 90,4 %).

Die Ergebnisse der intrakutanen (intradermalen) Reizung in vivo zeigten kein Potenzial für Reizungen nach der intradermalen Injektion von Extrakten der getesteten Materialien, da die Endwerte der Testproben unter 1,0 (0,22 und 0,06 für Implantat-Epoxidharz in Kochsalzlösung und Öl) lagen 0,00 bzw. 0,11 für implant-p3ht in Kochsalzlösung bzw. Öl).

Die Ergebnisse von Hautreizungen bei einer Gruppe freiwilliger Probanden bestätigten eine wesentlich geringere Häufigkeit von Hautreizungen bei der Anwendung der Testmaterialien als bei der Positivkontrolle, d. h. den getesteten Proben/Prototypen mit der Bezeichnung Implantat-Epoxid und Implantat- p3ht wurden nicht als wesentliche hautreizende Stoffe angesehen. Bei keinem der getesteten Materialien wurden Hautreaktionen (Erytheme, Ödeme, Trockenheit) festgestellt.

Der direkte Peptidreaktivitätstest (DPRA) in Chemico ergab kein Sensibilisierungspotenzial der Proben, da die Cystein-Depletionswerte nicht den Grenzwert für das Cystein-Depletion-Modell (d. h. 13,89 %) erreichten, der mittlere Depletionswert für Implantat-Epoxid war 1,3 % und für implantat-p3ht 1,4 %.

Der In-vitro-Hautsensibilisierungstest LuSens ergab kein Sensibilisierungspotenzial für die in D-MEM oder DMSO extrahierten Proben. Detaillierte Grafiken sind als Ergänzungsmaterial S4 verfügbar. Die Balken stellen den Wert der Induktion der Luciferase-Aktivität dar und die gestrichelte Linie stellt den Grenzwert der Induktion der Luciferase-Aktivität dar (1,5-fache Änderung). Die gepunkteten Linien stellen die Lebensfähigkeit der Proben bei den verwendeten Konzentrationen dar und die durchgezogene Linie stellt den Grenzwert der Lebensfähigkeit (70 %) dar. Die Luciferase-Aktivität überschritt nicht die 1,5-fache Induktion.

Bezüglich der Hautsensibilisierung in vivo – LLNA:DA – lagen die Werte des Stimulationsindex (SI) der getesteten Materialien unter 1,80, d. 2008. SI für Implantat-Epoxid betrug 0,58 in Kochsalzlösung und 1,26 in Öl; Der SI für implantat-p3ht betrug 1,76 in Kochsalzlösung und 1,24 in Öl. Da keine Probe einen SI von mehr als 1,8 ergab, wird davon ausgegangen, dass beide Testmaterialien in vivo kein Hautsensibilisierungspotenzial aufweisen.

Die Ergebnisse der Raman-Spektroskopie zur Bestimmung des Vorhandenseins von Chloroform in beschichteten Epoxidproben sind in Abb. 8 dargestellt. Die 667-cm-1-Bande von Chloroform überlappt mit dem Epoxidharz, daher wurden 262-cm-1- und 364-cm-1-Banden für die Analyse verwendet . Außerdem wird ein vergrößertes Detail des Diagramms bereitgestellt, um die Ergebnisse klarer darzustellen. Eine multivariate statistische Analyse (Abb. 9) wurde durchgeführt, um das Vorhandensein von Chloroform in der Probe zu beurteilen. Sowohl die visuelle als auch die multivariate Analyse zeigten kein Vorhandensein von Chloroform in den gemessenen Proben.

Ergebnisse der Raman-Spektroskopie.

Multivariate Analyse der Ergebnisse der Raman-Spektroskopie.

Die Ergebnisse der FTIR-Messung sind in Abb. 10 dargestellt. Die 1221 cm−1-Bande überlappt mit dem Epoxidharz und kann nicht für die Analyse verwendet werden. Die 779-cm-1-Bande überlappt jedoch nur minimal mit P3HT und überlappt nicht mit Epoxid. Die Ergebnisse liefern einen ergänzenden Beweis dafür, dass sich Chloroform in das P3HT-Polymer oder das Epoxidharz einbettet.

FTIR-Messung.

Die Verkapselungsmethode hat verschiedene Tests gemäß ISO10993 erfolgreich bestanden. Es wurde gemäß ISO10993 biologisch auf Zytotoxizität, Hautsensibilisierung und Hautreizung untersucht. Verschiedene Bewertungsmethoden – in Übereinstimmung mit den spezifischen Testanforderungen – in vivo, in vitro und in chemico – wurden verwendet und keine davon zeigte irgendwelche Anzeichen von Zytotoxizität oder Hautreizungs-/Sensibilisierungspotenzial. Dies wurde sowohl für P3HT-beschichtete als auch für unbeschichtete Proben gezeigt. Gemäß Anhang A von ISO 10993-138 entspricht das Spektrum der durchgeführten Tests allen empfohlenen Kategorien für implantierbare Geräte in Gewebe oder Knochen für begrenzte Zeiträume (< 24 Stunden) zur Verwendung beim Menschen. Bevor jedoch ein Medizinprodukt für die Verwendung in der EU zugelassen wird, muss das Endprodukt einer präklinischen Bewertung unterzogen werden, um die Anforderungen der Verordnung (EU) 2017/745 des Europäischen Parlaments und des Rates über Medizinprodukte (MDR) zu erfüllen ). Ähnliche Vorschriften gelten auch in anderen Teilen der Welt. Dies liegt jedoch außerhalb des Rahmens der in diesem Artikel behandelten Verwendungsmöglichkeiten.

Die P3HT-Beschichtung stellt eine Barriereschicht dar, die aus einem Polymer besteht, das bekanntermaßen biokompatibel ist, selbst wenn es im Zytoplasma von Zellen in Form von Nanopartikeln vorhanden ist18. Der Hauptvorteil dieses Polymers besteht darin, dass es leicht funktionalisiert werden kann, um die Adhäsionseigenschaften der Zelloberfläche anzupassen17.

Es wurde gezeigt, dass ein sehr kleines elektronisches Gehäuse mit einer Wandstärke von nur 0,4 mm erfolgreich verkapselt werden kann. Damit ist diese Methode der einfachen Verkapselung mit Schrumpfschläuchen ebenbürtig und bietet gleichzeitig Biokompatibilität und Formfreiheit. Die Tatsache, dass die Form des eingekapselten Geräts durch Fräsen zusätzlicher Merkmale in die Form leicht geändert werden kann, kann sowohl für endoskopische als auch für laparoskopische Implantationen äußerst nützlich sein. Aussparungen oder sogar Löcher für Greifer und Schlingen lassen sich mit dieser Methode leicht realisieren, wie in Abb. 11 zu sehen ist. Im Gegensatz zu aktuellen Methoden, die auf Bürsten/Sprühen oder einfaches Vergießen mit einer einteiligen Form zurückgreifen, kann eine völlig traumatisierende Form erreicht werden Dadurch wird das Risiko einer Abstoßung aufgrund mechanischer Gewebeschädigung verringert.

Beispiel einer in das gekapselte Gerät eingebetteten Greiffunktion.

Die Leistungsmessungen zeigten deutlich, dass die vorgestellte Methode bei kleinen Geräten mit geringer Wandstärke dem einfachen PDMS- oder Epoxidverguss ohne hermetische Durchführungen überlegen ist. Der PDMS-Verguss bot erwartungsgemäß keinen ausreichenden Schutz und versagte zunächst. Die reine Epoxidverkapselung hielt im Durchschnitt zwar länger, die Methode war jedoch nicht konsistent. Dies kann durch die Tatsache erklärt werden, dass das Entfernen der eingekapselten Elektronik aus der Form eine kleine Kraft erfordert, die sich direkt auf die Verbindung zwischen Kabel und Epoxidharz auswirkt. In diesem Bereich können Risse, Delaminationen oder ähnliche Fehlerarten auftreten. Die Variante mit hermetischer Durchführung erwies sich als überlegen, wobei bei einem Gerät Anzeichen eines teilweisen Versagens der Kapselung auftraten. Allerdings lag die Änderung der Schaltungsparameter im unteren einstelligen Prozentbereich.

Eine interessante Tatsache war, dass fast alle Geräte, die ausfielen, plötzlich und nicht allmählich ausfielen. Dies kann durch die Tatsache erklärt werden, dass der Stromkreisfehler direkt mit der Delaminierung zwischen dem Kabel und dem Epoxidharz/PDMS und dem anschließenden kapillaren Eindringen der Flüssigkeit auf die Oberfläche der Leiterplatte zusammenhängt und nicht mit der Übertragung von Wasserdampf durch das Material mit allmählicher Kondensation auf der Leiterplatte Leiterplatte.

Entgegen der landläufigen Meinung beeinträchtigte die Verwendung eines giftigen Lösungsmittels (Chloroform) für die P3HT-Beschichtung die Biokompatibilität des Geräts überhaupt nicht. Die durchgeführten In-vitro- und In-vivo-Tests bestätigten die hervorragende Biokompatibilität beider Proben. Dies kann durch die Tatsache erklärt werden, dass das Chloroform aufgrund der sehr hohen Flüchtigkeit während des Erhitzungsschritts vollständig verdampft und sich nicht in die Struktur des P3HT-Polymers oder des Epoxidharzes einbettet. Die gesamte Beschichtungszeit bis zur sichtbaren Verdunstung des Lösungsmittels beträgt weniger als 15 s, wodurch auch die mögliche Diffusion des Lösungsmittels in das Epoxidharz begrenzt wird. Dies wurde durch Raman-Spektroskopie und FTIR-Messung bestätigt, die kein restliches Chloroform in den beschichteten Proben zeigte. Die Nassbeschichtungsverfahren bringen einige Umweltbedenken mit sich. Allerdings dürfte die Tatsache, dass diese Methode für Prototypen gedacht ist, aufgrund ihrer Einfachheit die Nachteile überwiegen. Darüber hinaus ist die P3HT-Beschichtung nicht zwingend erforderlich, sie wird in erster Linie verwendet, um eine Oberfläche zu schaffen, die bekanntermaßen an die Endanwendungen angepasst werden kann18. Das mit der beschriebenen Methode aufgetragene Epoxidharz selbst ist für sich genommen biokompatibel. Diese Methode ist auch wirtschaftlich. Außer der 3-Achsen-CNC-Fräse ist keine spezielle Ausrüstung erforderlich. Die gesamten Materialkosten für die Kapselung eines vorgestellten Geräts beliefen sich auf rund 21 USD. Darin enthalten sind die Epoxidkosten von 0,81 USD (65 USD für die 50-ml-Epoxidharzkartusche, für zwei Geräte wurden etwa 1,25 ml Epoxidharz verwendet) und 0,02 USD für das P3HT-Polymer (120 USD pro Gramm P3HT, etwa 0,1 ml der Tinte). wurde für zwei Geräte verwendet, was 0,2 mg des Polymers entspricht). Die Kosten für die hermetische Durchführung betrugen 20 USD. Die Materialkosten für die Formherstellung betrugen 6,32 USD (die Kosten für einen 1 m langen PVDF-Stab betrugen 155 USD, für die Formherstellung wurden etwa 4 cm verwendet; die Kosten für einen 1 m langen PTFE-Stab zum seitlichen Stiftfräsen betrugen 2 USD). , 6 cm verwendet wurde). Der Verschleiß der zur Fertigung verwendeten Schaftfräser und Kugelmühlen war vernachlässigbar. Aus ausstattungstechnischer Sicht kann unserer Erfahrung nach eine kleine importierte 3-Achsen-CNC-Fräse für weniger als 1000 USD erworben werden, inklusive wirtschaftlicher HSS-Werkzeuge (Schnellarbeitsstahl) und einem kleinen Bearbeitungsschraubstock.

Es ist zu beachten, dass die zum Testen der Verkapselungsmethode verwendete Elektronik absichtlich so anfällig wie möglich für die Umwelt gemacht wurde. Dies wurde durchgeführt, um die Anzahl der Faktoren zu begrenzen, die die gemessenen Daten verfälschen könnten. Die Haltbarkeit der Elektronik kann durch herkömmliche Maßnahmen weiter verbessert werden, z. B. durch das Anbringen einer Lötmaske zum Schutz der dünnen Kupferbahnen, das Plattieren von freiliegendem Kupfer mit inerten Beschichtungen (am häufigsten stromlose Nickel-Tauchvergoldung – ENIG) und/oder das Besprühen der bestückten Leiterplatten eine Schicht konformer Beschichtung. Mit diesen Techniken ist eine Verlängerung der Lebensdauer zu erwarten. Das verwendete Epoxidharz ist außerdem beständig gegen viele organische und anorganische Lösungsmittel und wurde außerdem auf seine Beständigkeit bei Hochtemperaturbehandlung (Wärmealterung) bei Temperaturen von bis zu 177 °C über längere Zeiträume getestet, ohne dass die Bindungsfestigkeit zum Metall verloren ging39. Daher hat das Löten an der hermetischen Durchführung keinen negativen Einfluss auf die Epoxidverbindung mit ihr. Was die Spannungsfestigkeit betrifft, wurde die verkapselte Struktur bis zu 333 V/m getestet, was den Anforderungen der meisten kleinen implantierbaren Geräte genügen sollte, einschließlich drahtloser Kommunikation, bei der die abgestrahlte HF-Leistung logischerweise begrenzt ist. Das Verkapselungsmittel – Loctite EA M-31 CL – wurde vom Hersteller auf dielektrische Durchschlagsspannung mit einem gemessenen Wert von 19,7 kV/mm39 getestet, was fast eine Größenordnung höher ist als der von Luft.

Die vorgestellte Methode lässt sich leicht an verschiedene Arten und Formen implantierbarer Geräte anpassen, auch an komplexe. Nach sorgfältiger Prüfung des Materialtyps und wiederholter Biokompatibilitätsprüfung können die Formteile auch im 3D-Druck hergestellt werden. Allerdings führt die CNC-Bearbeitung in der Regel zu einer höheren Genauigkeit der Teile und einer Gesamtkonsistenz des Prozesses. Die hermetischen Durchführungen sind in verschiedenen Größen und Ausführungen erhältlich und ermöglichen die Realisierung komplexer Mehrkanal-Sensor- oder Neurostimulationssysteme. Forscher, die diese Methode anwenden, werden auch ermutigt, mit verschiedenen Epoxidharzen zu experimentieren. Das in diesem Artikel verwendete Epoxidharz ist in kleinen, kostengünstigen Kartuschen erhältlich, die direkt mit statischen Mischern kompatibel sind. Andere Arten biokompatibler Epoxidharze, die verwendet werden können, sind Epotek Med-301-2, Master Bond EP30-4Med, Opti-tec 5006-1 und andere. Das Epoxidharz sollte entsprechend der Zielanwendung des Geräts ausgewählt werden. Zu den nächsten Schritten, die zu einem erfolgreichen Einsatz in der Massenfertigungspraxis führen können, gehört die Hinzufügung eines Auswurfsystems (wie bei herkömmlichen Kunststoffspritzgussformen), um den Entformungsprozess zu vereinfachen. Eine aus Metall (vorzugsweise Stahl) gefertigte Form kann eine längere Lebensdauer bieten, kann jedoch dazu neigen, dass sich Epoxidharz daran festsetzt. Andere biokompatible Polymere können mithilfe der Nassbeschichtungsmethode aufgetragen werden, um die Eigenschaften der Oberfläche des resultierenden Geräts anzupassen.

Die Ergebnisse zeigten, dass die vorgestellte Verkapselungsmethode eine bessere Alternative zu den üblicherweise verwendeten PDMS- oder Epoxid-Vergussmethoden ohne den Einsatz einer individuell gefertigten Form darstellt. Die CNC-gefräste Form ermöglicht völlige Formfreiheit und die Hinzufügung einer hermetischen Durchführung verbessert die Widerstandsfähigkeit gegen das Eindringen von Flüssigkeiten aufgrund von Delaminierung und/oder unzureichender Bindung zwischen der Kapselung und den Drähten erheblich. Darüber hinaus wurde die Methode nach ISO10993 (ISO 10993-5, ISO 10993-10, ISO 10993-12 und ISO 10993-23) qualifiziert, einem relevanten Standard für die biologische Bewertung implantierbarer medizinischer Geräte. Insgesamt erwies sich diese Methode als schnell, wirtschaftlich und effektiv und gewährleistet die Biokompatibilität der eingekapselten Geräte. Somit stellt es Forschern ein wertvolles Werkzeug zur Verfügung, um schnell Prototypen neuartiger aktiver implantierbarer Geräte zu erstellen, die für präklinische Tests sicher sind und die Abstoßung von Implantaten begrenzen (sowohl aus Sicht der Biokompatibilität als auch aus Sicht der nicht traumatisierenden Form des Geräts). Zukünftige Arbeiten und Erweiterungen dieser Methode könnten sich auf die Entwicklung von Verkapselungen mit verbesserter Haftung an Edelmetallen oder die Entwicklung zusätzlicher Schutzmaßnahmen konzentrieren, die auf der Leiterplatte selbst implementiert werden können, wie beispielsweise eine konforme Beschichtung.

Alle zur Reproduktion der Methode erforderlichen Daten werden im Artikel oder als ergänzendes Material bereitgestellt.

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Referenzen herunterladen

Diese Forschung wurde durch ein Stipendium mit der Nummer GA UK 176119 und Research Project Cooperatio Internal Disciplines finanziert, beide verliehen von der Karls-Universität, Tschechische Republik; als nächstes aus dem EFRE/ESF-Projekt „Internationale Wettbewerbsfähigkeit des NIPH in Forschung, Entwicklung und Ausbildung in alternativen toxikologischen Methoden“ (Nr. CZ.02.1.01/0.0/0.0/16_019/0000860) und vom Gesundheitsministerium der Tschechischen Republik – konzeptionell Aufbau einer Forschungsorganisation („National Institute of Public Health – NIPH, IN: 75010330“).

Abteilung für Biomedizinische Technologie, Fakultät für Biomedizinische Technik, Tschechische Technische Universität in Prag, Kladno, Tschechische Republik

Marek Novák

Abteilung für Medizinische Biophysik und Medizinische Informatik, Dritte Medizinische Fakultät, Karls-Universität, Prag, Tschechische Republik

Marek Novák & Jozef Rosina

Abteilung für Gesundheitsfürsorge und Bevölkerungsschutz, Fakultät für Biomedizintechnik, Tschechische Technische Universität in Prag, Kladno, Tschechische Republik

Jozef Rosina

Zentrum für Toxikologie und Gesundheitssicherheit, Nationales Institut für öffentliche Gesundheit, Prag, Tschechische Republik

Hana Bendová, Kristina Kejlová, Alena Vlková, Marian Rucki und Lada Svobodová

Abteilung für Allgemeine Chirurgie, Dritte Medizinische Fakultät, Karlsuniversität, Universitätsklinikum Královské Vinohrady, Prag, Tschechische Republik

Robert Gürlich

Abteilung für Innere Medizin, Dritte Medizinische Fakultät, Karlsuniversität, Universitätsklinikum Královské Vinohrady, Prag, Tschechische Republik

Jan Hajer

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Konzeptualisierung, MN, JR; formale Analyse, MN, HB, KK, AV, MR, LS; Datenformale Analyse, MN; Methodik, MN, JR, JH, HB; Validierung, JR, RG, JH; Visualisierung, MN; Finanzierungsakquise, JR, JH, KK; Projektverwaltung, JR; Schreiben – Originalentwurf, MN; Schreiben – Rezension und Bearbeitung, JR, RG, JH, HB, KK Alle Autoren haben die veröffentlichte Version des Manuskripts gelesen und ihr zugestimmt.

Korrespondenz mit Marek Novák oder Jan Hajer.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Springer Nature bleibt neutral hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Novák, M., Rosina, J., Bendová, H. et al. Kostengünstige und prototypfreundliche Methode zur biokompatiblen Verkapselung implantierbarer Elektronik mit Epoxid-Umspritzung, hermetischen Durchführungen und P3HT-Beschichtung. Sci Rep 13, 1644 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-28699-6

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Eingegangen: 31. August 2022

Angenommen: 23. Januar 2023

Veröffentlicht: 30. Januar 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-28699-6

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